Código: 508306 | Asignatura: TÉCNICAS INSTRUMENTALES | ||||
Créditos: 6 | Tipo: Obligatoria | Curso: 3 | Periodo: 1º S | ||
Departamento: Agronomía, Biotecnología y Alimentación | |||||
Profesorado: | |||||
NAVARRO HUDOBRO, MONTSERRAT [Tutorías ] | MURILLO PEREZ, ROSA MARÍA (Resp) [Tutorías ] | ||||
RUIZ DE ESCUDERO FUENTEMILLA, IÑIGO [Tutorías ] | URRESTARAZU VIDART, JORGE [Tutorías ] |
Técnicas instrumentales separativas, de espectroscopia, centrifugación, inmunológicas, isótopos radioactivos, fluorescencia y quimioluminiscencia, microscopía, amplificación y secuenciación de ácidos nucleicos y proteínas, y otras técnicas de última generación.
CB3. Que los estudiantes tengan la capacidad de reunir e interpretar datos relevantes (normalmente dentro de su área de estudio) para emitir juicios que incluyan una reflexión sobre temas relevantes de índole social, científica o ética
CT2. Capacidad para la comunicación eficaz oral y escrita
CG3. Tener las habilidades experimentales y analíticas para trabajar con autonomía en un laboratorio siendo capaz de plantear experimentos y de describir, analizar, evaluar e interpretar la información resultante para proponer soluciones alternativas y novedosas frente a problemas conocidos y/o emergentes.
CG4. Conocer los principios fundamentales de las ciencias experimentales para ser capaz de integrarlos en los contenidos propios del grado.
CE8. Dominar fundamentos moleculares, herramientas, métodos y técnicas instrumentales de purificación, cuantificación y caracterización de las biomoléculas para aislar, diseñar, construir, modificar, clonar, expresar y detectar proteínas y ácidos nucleicos.
RA1. Ser capaz de manejar información biológica de bases de datos en los formatos más comunes usados en bioinformática.
RA 2. Conocer los criterios de pureza de proteínas y ácidos nucleicos.
RA 3. Conocer los principios, tipos y aplicaciones de las diferentes técnicas instrumentales de purificación, caracterización y cuantificación de biomoléculas.
RA 4. Conocer las nuevas técnicas instrumentales para la biotecnología
Metodología - Actividad |
Horas Presenciales |
Horas no presenciales |
A-1 Clases expositivas/participativas |
11 |
0 |
A-2 Prácticas |
45 |
0 |
A-4 Realización de trabajos/proyectos en grupo |
|
25 |
A-5 Estudio y trabajo autónomo del estudiante |
|
63 |
A-6 Tutorías |
|
2 |
A-7 Pruebas de evaluación |
4 |
|
Total |
60 |
90 |
Resultados de aprendizaje |
Actividad de evaluación |
Peso (%) | Carácter recuperable |
Nota mínima requerida |
---|---|---|---|---|
RA2, RA3, RA4 | Pruebas escritas del contenido teórico y práctico |
55 | Sí, mediante prueba escrita. | 4 |
RA1, RA2, RA3, RA4 | Pruebas e informes de trabajo experimental | 40 | Sí, mediante prueba escrita. | - |
RA2, RA3, RA4 | Participación activa | 5 | No | - |
Nota1: LA asistencia a las sesiones prácticas será obligatoria.
Nota 2: Si en alguna de las actividades no se cumpliera el mínimo para ponderar, la nota de la asignatura será como máximo 4,9 sobre 10 (suspenso).
Tema 1. Introducción. Seguridad, buenas prácticas, libreta de laboratorio, uso de materiales y reactivos, análisis estadístico, herramientas informáticas. Técnicas de preparación de muestras. Criterios de validación de un test analítico cuantitativo y semi-cuantitataivo.
Tema 2. Técnicas separativas. Centrifugación: principios básicos, centrifugación a baja, alta velocidad y ultracentrifugación, aplicaciones, fraccionamiento subcelular. Cromatografía: principios básicos, tipos principales y aplicaciones.
Tema 3. Espectroscopía. Principios básicos. Métodos básicos: ultravioleta, visible y fluorescencia. Espectroscopía de resonancia magnética nuclear. Espectroscopía de absorción electrónica. Espectroscopía de infrarrojo y su aplicación a las moléculas biológicas. Espectroscopía de emisión de fluorescencia y aplicación al análisis de biomoléculas.
Tema 4. Espectroscopía de masas. Principios básicos, tipos de espectrómetros, componentes principales y aplicaciones.
Tema 5. Electroforesis. Principios básicos, métodos electroforéticos y aplicaciones.
Tema 6. Técnicas inmunológicas. Reacción antígeno-anticuerpo. Producción de anticuerpos. Inmunoprecipitación. Inmunoelectroforesis. Inmunofluorescencia. Fluorescent activated cell sorting (FACS). ELISA.
Tema 7. Microscopía. Introducción a la microscopía óptica y confocal: fundamentos físicos, microscópicos y preparación de muestras. Técnicas de análisis de imágenes. Introducción a la microscopía electrónica: fundamento y tipos. El microscopio electrónico de transmisión (MET). El microscopio electrónico de barrido (MEB).
Tema 8. Amplificación de ácidos nucleicos. Métodos de extracción y criterios de pureza de ácidos nucleicos. Amplificación: características y reacción básica de la PCR, la RT-PCR, la PCR cuantitativa: métodos y aplicaciones.
Tema 9. Hibridación de ácidos nucleicos. Fundamentos y parámetros que afectan a la hibridación. Sondas moleculares: características y tipos, marcaje de sondas y tipo de marcadores. Técnicas de hibridación: Southern blot, Northern blot, Dot blot, Microarrays. Aplicaciones de las técnicas de hibridación.
Tema 10. Secuenciación de ácidos nucleicos. Introducción a la secuenciación de ácidos nucleicos. Métodos clásicos (degradación química (Maxam and Gilbert) y método enzimático (Sanger)) y métodos modernos de secuenciación (tecnologías de secuenciación de segunda generación (Next-generation sequencing (NGS)) y de tercera generación). Estrategias y aplicaciones de la secuenciación de ácidos nucleicos.
Práctica 1. Validación de un método de análisis cuantitativo.
Práctica 2. Determinación de compuestos de interés biotecnológicos mediante técnicas separativas.
Práctica 3. Determinación de compuestos de interés biotecnológico mediante métodos espectrofotométricos.
Práctica 4. Determinación fluorimétrica de productos naturales mediante espectroscopia de emisión molecular.
Práctica 5. Técnicas separativas:centrifugación diferencial y en gradiente de densidades.
Práctica 6. Electroforesis de ADN. Electroforesis de Proteínas SDS-PAGE.
Práctica 7. ELISA y otras técnicas inmunológicas.
Práctica 8. Extracción de ADN/ARN total a partir de tejido animal y determinación de la calidad de ácidos nucleicos.
Práctica 9. Cuantificación absoluta de carga viral mediante qPCR: método de curva patrón. Análisis de expresión génica mediante qPCR: método de comparativa CT.
Práctica 10. Principios y funcionamiento de los secuenciadores de segunda y tercera generación.
Acceda a la bibliografía que el profesorado de la asignatura ha solicitado a la Biblioteca.
Bibliografía básica
Técnicas de Bioquímica y Biología molecular. 2010. Freifelder D. Reverté.
Principios de análisis instrumental. 2008. Skoog DA et al. 6ª edición.Cengage Learning Ed. SA de CV.
Validación de métodos analíticos. 2001. Aguirre Ortega L. et al. Monografías de AEFI. Barcelona. Asociación española de farmaceúticos de la industria.
Principles and techniques of biochemistry and molecular biology. 2018. Hofmann A, Clokie S. Octava edición. Cambridge University Press.
Bibliografía complementaria
Fluorescence microscopy: from principles to biological application. 2017. Kubitscheck U. Segunda edición. Wiley-Blackwell.
Next generation sequencing. 2013. Lee-Jung C. Wong. Springer.
Phylogenomics. 2017. Christoph Bleidorn. Springer.
Aulario y laboratorios e instalaciones de la ETSIAB (edificios Los Olivos, El Sario, Centro de Mutilva). Campus Arrosadía.